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Les analyses équines

Lexique des analyses

Conditions de prélèvement :
Plasma EDTA
Le prélèvement peut être fait à n’importe quel moment de la journée.
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48h – réfrigéré

Interprétation :
Diagnostic du syndrome de Cushing : Il existe une variation saisonnière des normes. Mi-Juillet à mi-Novembre : < 50 pg/ml (< 100 pg/ml selon certaines références notamment chez les poneys). Reste de l’année < 35 pg/ml.
Un premier contrôle est réalisé 30 jours après le début du traitement. Le traitement peut être modifié si les résultats (cliniques et ACTH) sont toujours insatisfaisants après 2 mois.
Si la valeur d’ACTH reste élevée et que la réponse clinique est bonne, il n’est pas forcément nécessaire de modifier le traitement : à étudier selon la saison (cette discordance est plus fréquente fin été-automne), le degré et la persistance d’augmentation de l’ACTH, etc.
La sensibilité diagnostique est meilleure lorsque la mesure est réalisée fin été-automne.
Le stress (ex. transport, hospitalisation, douleur, maladie systémique, etc.) peut faire augmenter l’ACTH (généralement < 75 pg/mL).

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48h – réfrigéré

Interprétation :
– Jument : suspicion forte de tumeur de la granulosa pour une concentration d’hormone anti-mullérienne supérieure à 10 ng/mL
– Mâle : < 2 ng/mL si castration complète et > 2 ng/mL si présence de tissu testiculaire. Valeur souvent plus élevée chez les cryptorchides.

Remarques générales :
Les prélèvements liquides (ex. lavage, épanchement) et solides (ex. biopsies) peuvent être placés dans un pot stérile ou un tube sec (avec un fond de saline stérile pour les prélèvements solides). Ils sont maintenus réfrigérés jusqu’à l’envoi sous 24-48h.
Les écouvillons peuvent être laissés à T° ambiante et acheminés au laboratoire sous 3-5 jours. Il est préférable d’utiliser des écouvillons associés à des milieux de transport (type Amies ou Stuart). Ils sont fournis par le laboratoire VETODIAG.

Note : Il est également possible de verser un prélèvement liquide (ex. Lavage bronchoalvéolaire, épanchement) dans le milieu de transport d’un écouvillon, ou de tremper l’écouvillon dans l’échantillon, afin d’assurer une bonne conservation du prélèvement.

Si l’animal est sous antibiotique(s), un arrêt du traitement minimum 48h avant le prélèvement (idéalement 8 jours) est recommandé.

Prélèvement cutané :
La désinfection de la surface cutanée sur le site de prélèvement est déconseillée car elle détruit les germes pathogènes autant que les contaminants (un flushage à la saline stérile peut-être réalisé si la zone semble particulièrement souillée).

– Vésicules : aspiration du liquide vésiculaire déposé dans un tube sec et placé à 4°C jusqu’à l’envoi
– Ulcérations : grattage/écouvillon au fond de l’ulcère (en soulevant éventuellement les croûtes et autres débris de surface).
– Pustules : ouverture au scalpel stérile et grattage/écouvillon des parois
– Lésions cutanées profondes : il est recommandé de soumettre une biopsie dermique (excision de l’épiderme superficiel source de contamination). Elle sera placée dans un tube sec ou un pot stérile avec un fond de saline stérile.
– Lésions auriculaires : écouvillonnage profond après avoir enlevé le cérumen superficiel

Prélèvement respiratoire :
Les lavages trachéaux et broncho-alvéolaires peuvent être déposés dans un tube sec et conservés à 4°C jusqu’à l’envoi. Il est également possible de verser le liquide dans le milieu de transport d’un écouvillon, ou de tremper l’écouvillon dans l’échantillon, afin d’assurer une bonne conservation du prélèvement. L’écouvillon est conservé à T° ambiante.

Prélèvement sinusal :
Seuls les prélèvements effectués par lavage des sinus ou des cornets nasaux, ou par biopsie, peuvent permettre d’isoler le germe pathogène.
Les écouvillonnages des fosses nasales ne permettent généralement pas d’isoler le germe responsable (et flore contaminante).

Collections purulentes :
Lorsqu’un abcès est présent, il est préférable, après débridement chirurgical, de prélever un morceau de la paroi de l’abcès ou d’écouvillonner les parois.
Les collections purulentes de grandes cavités peuvent être aspirées (après préparation aseptique du site de ponction) et déposés dans un tube sec placé à 4°C jusqu’à l’envoi.

Prélèvement ostéoarticulaire :
Une biopsie osseuse ou une ponction de liquide articulaire permet de réaliser une culture bactérienne. Le liquide articulaire peut être placé dans un tube sec, dans un flacon d’hémoculture, ou dans le milieu de transport d’un écouvillon.
L’écouvillonnage d’un trajet fistuleux peut aussi être réalisé.

Septicémie :
Au moins trois prélèvements (flacons d’hémoculture fournis par le laboratoire) sur 48 h, si possible au moment des pics d’hyperthermie, sont recommandés.

Prélèvement intestinal :
Les selles sont récoltées dans un pot propre stérile ou non stérile, conservé à 4 °C et transporté rapidement.

Prélèvement oculaire :
Un raclage doux de la conjonctive et de la cornée en évitant les contaminations de la flore cutanée palpébrale permet de recueillir les sécrétions purulentes et d’isoler les germes responsables de conjonctivites et de kératites microbiennes.

Prélèvement urinaire :
Les urines doivent être recueillies le plus stérilement possible et conservées immédiatement à 4°C jusqu’à l’envoi.
Les urines prélevées par miction seront probablement contaminées par la flore urétrale ou vaginale.

Conditions de prélèvement :
Sang total EDTA
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48h – réfrigéré

Interprétation :
Le test de coombs direct permet de mettre en évidence des anticorps dirigés contre les érythrocytes (processus auto-immun ou à médiation immunitaire si intervention d’antigènes exogènes comme un agent infectieux, médicament, etc.).
Il existe des faux négatifs (faible titrage en anticorps, corticothérapie récente, délai d’analyse) et des faux positifs (post-transfusion, fixation non spécifique d’anticorps sans hémolyse/anémie – ex. maladies infectieuses variées).

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – réfrigéré

Interprétation :
Des concentrations élevées en cortisol sont compatibles avec un syndrome de Cushing, toutefois, des fluctuations (pluriquotidiennes) sont fréquentes chez les chevaux sains ou malades. La cortisolémie est également 30% plus élevée le matin que sur le reste de la journée. Ces variations compliquent l’interprétation de la cortisolémie basale.
Un test de suppression à la dexaméthasone (T0 le soir – avant injection – puis T1 le matin) peut aussi être utilisé, avec une précision diagnostique proche de la mesure de l’ACTH.

1. Prélèvement (par ponction avec et sans aspiration, impression, grattage et écouvillon) :
Une bonne contention de l’animal est nécessaire.
Dans certains cas, une sédation devrait être utilisée si le site de prélèvement est situé près de structures délicates. Pour une ponction cutanée, le site doit être propre et un léger nettoyage avec un tampon d’alcool est généralement suffisant. Une préparation chirurgicale du site de ponction devrait être effectuée si une culture bactériologique est envisagée ou si une cavité corporelle est pénétrée (ex. thorax, abdomen, articulation). La ponction à l’aiguille fine sans aspiration est la technique de choix pour la majorité des masses cutanées ainsi que pour de nombreux autres sites et tissus. Elle s’effectue par simple ponction de la lésion en utilisant une technique sans aspiration (avec aiguille démontée) ou une technique avec aspiration en employant une seringue attachée à l’aiguille. Les calibres d’aiguille recommandés sont de 21-G à 23- G, le calibre 22-G étant adéquat dans la majorité des cas (photo 1).

Le prélèvement s’effectue par l’exécution de nombreux mouvements de « va-et-vient » afin d’introduire des cellules et des fragments tissulaires dans l’aiguille. Il est recommandé de changer l’orientation de l’aiguille plusieurs fois au cours du prélèvement (photos 2). Pour des lésions dont le diamètre excède 1,5 cm, plusieurs parties de la lésion devraient être ponctionnées afin d’obtenir un échantillon plus représentatif. Enfin, lors du prélèvement « va-et-vient », il faut veiller à ne pas faire sortir l’aiguille de la lésion afin d’éviter que l’échantillon ne soit contaminé par des cellules cutanées ou adipeuses.

Un prélèvement par aspiration peut être utilisé si la ponction avec aiguille démontée ne permet pas d’obtenir un échantillon suffisamment cellulaire. La lésion est d’abord ponctionnée avec une aiguille fixée à une seringue dont le piston est préalablement rempli d’air (2 à 5 ml). La présence d’air dans la seringue permet d’éjecter rapidement l’échantillon contenu dans l’aiguille, de façon à éviter que la formation d’un caillot ne séquestre les cellules à examiner. Une fois le tissu pénétré, une pression négative est exercée à plusieurs reprises en retirant le piston jusqu’au 3/4 du volume de la seringue pour favoriser le détachement cellulaire/tissulaire. Une pression négative excessive doit être évitée pour ne pas rompre les vaisseaux environnants et ainsi causer une contamination sanguine périphérique. Comme pour la méthode sans aspiration, il est recommandé de changer l’orientation de l’aiguille dans le but d’obtenir un échantillon représentatif de la lésion.

Les impressions et les grattages peuvent être utilisés pour échantillonner des lésions cutanées superficielles, ou des lésions profondes obtenues en chirurgie ou en nécropsie.
Les impressions de lésions cutanées s’effectuent simplement en y apposant une lame et en exerçant une légère pression de telle sorte que les cellules adhèrent par capillarité. Pour un prélèvement à partir d’une biopsie, une nouvelle coupe dans le tissu est préparée et l’excès de fluides tissulaires et de sang est épongé à l’aide de papier absorbant. On prélève ensuite une petite section du tissu que l’on applique à plusieurs reprises sur la surface d’une lame de verre que l’on fait ensuite sécher à l’air libre.
Les grattages cutanés peuvent se réaliser au moyen d’une lame de bistouri émoussée en effectuant des mouvements de façon unidirectionnelle et perpendiculairement à la surface de la lésion. Le matériel récolté est ensuite déposé sur une lame de verre puis étalé. Idéalement, le grattage doit être suffisamment profond pour provoquer une exsudation de fluides tissulaires ou un léger saignement à la surface de la peau. L’impression est une méthode de prélèvement appropriée pour la recherche et l’identification de micro-organismes (bactéries, spores et hyphes fongiques). Le grattage est une technique particulièrement indiquée pour les lésions sèches et sans relief ou au niveau de certaines surfaces (ex. cornée ou conjonctive après anesthésie locale). Lors d’impression et de grattage, les couches cellulaires superficielles sont souvent les seules à être échantillonnées. De ce fait, les cellules plus profondes peuvent ne pas être représentées avec ces techniques, ce qui peut mener à un diagnostic erroné ou incomplet.

L’écouvillon est essentiellement utilisé pour les lésions fistuleuses ou orifices naturels. Il est légèrement humecté avec de la saline stérile, puis roulé ou frotté contre la surface à échantillonner. Le matériel est déposé sur une lame (par roulement) pour l’examen cytologique. Cette technique est peu utile pour le diagnostic de conditions néoplasiques.

2. Etalement de l’échantillon sur lame, séchage et coloration :

L’étalement de l’échantillon sur la lame doit se faire rapidement pour éviter que l’échantillon ne coagule ou ne se dessèche.
Il devrait fournir une couche monocellulaire constituée de cellules intactes pour permettre un examen cytologique optimale. Après le prélèvement, le contenu de l’aiguille est éjecté sur une lame de verre propre sur laquelle une deuxième lame est déposée délicatement et perpendiculairement à la première (photos 1 et 2 ci-dessous). L’échantillon est étalé en faisant glisser les deux lames l’une par rapport à l’autre. Idéalement, l’éjection du matériel doit se faire doucement et à proximité de la lame pour éviter une dispersion en « éclat d’obus » difficile à étaler (photo 3 ci-dessous). Il est important de ne pas appliquer une pression trop forte afin d’éviter une éventuelle rupture cellulaire. Certaines cellules, comme les lymphocytes néoplasiques, sont particulièrement fragiles et peuvent facilement se rompre au moment de l’étalement. La présence de nombreux noyaux libres sans cytoplasme, avec une grande quantité de filaments nucléaires, s’observent fréquemment si l’étalement a été effectué avec trop de pression (photos 4 et 5 ci-dessous). La présence d’une proportion importante de cellules éclatées est une cause fréquente d’échantillons non diagnostiques.

Le séchage de la lame contenant le matériel étalé doit se faire rapidement, en agitant la lame au contact de l’air.

Plusieurs lames devraient être préparées pour chaque lésion prélevée. Une ou deux lames d’une série peuvent être colorées et examinées au microscope par le praticien pour évaluer la cellularité de l’échantillon, la qualité de l’étalement et pour obtenir un diagnostic préliminaire. Les colorants de type rapide comme le Diff-Quick ou le RAL sont généralement utilisés pour la coloration cytologique de routine. Les lames colorées et non colorées sont ensuite envoyées au laboratoire dans une protection rigide (sans déposer de lamelle sur les lames à examiner).

Conditions de prélèvement :
Les liquides doivent être placés dans un tube EDTA (sauf LCS tube sec), expédiés au laboratoire sous 2-3 jours (sauf LCS voir ci-dessous), et maintenus au frais jusqu’à l’envoi. Si une bactériologie/mycologie est demandée conjointement, un tube sec devra être joint. Les PCR éventuelles seront réalisées sur le tube EDTA.
Une quantité suffisante de liquide (minimum 1-2 ml) est nécessaire pour la préparation de lames par cytocentrifugation, et pour la détermination du comptage cellulaire et du taux protéique au laboratoire.

Afin de préserver la morphologie des cellules contenues dans le liquide, deux manipulations très utiles peuvent être réalisées à la clinique :
1. Envoi au laboratoire de lames réalisées rapidement après avoir récolté le liquide.
Si le liquide apparaît opaque et de cellularité élevée (ex. péritonite, arthrite), un frottis direct peut être effectué.
Si le liquide semble peu cellulaire (ex. lavage), une partie de celui-ci peut être centrifugée (dans un tube à fond conique si possible) : les cellules concentrées au niveau du culot sont ensuite prélevées avec une pipette en plastique (en retirant le surnageant et en laissant 0.25 – 0.5 ml dans le fond du tube), puis déposées sur une lame et étalées comme un frottis.
2. Pour les liquides cérébrospinaux, il est recommandé d’ajouter du sérum du même animal (autologue) directement dans le liquide récolté (environ 10% du volume de l’échantillon récolté soit généralement 2-3 gouttes de sérum). Ce liquide pourra ensuite être envoyé au laboratoire pour réaliser l’examen cytologique. Un second tube contenant le LCS non modifié (sans ajout de serum) sera nécessaire pour la détermination du taux protéique.

* Procédures réalisées seulement si du liquide est reçu au laboratoire dans des conditions adéquates

Conditions de prélèvement :
Plasma citraté avec certaines précautions :
Prélèvement d’une veine de gros calibre (éviter une stase prolongée ou un garrot), utiliser un tube de citrate de sodium 3.8% (1 volume de citrate / 9 volumes de sang), mélanger doucement par retournements (vérifier l’absence de caillot). Centrifuger (15 min à 3000 G), récupérer le plasma dans un tube en plastique (vérifier l’absence d’hémolyse).
Conservation et stabilité : envoi sous 24h à T° ambiante sinon congélation à – 20°C (stable plusieurs semaines)

Interprétation :
Les principales causes d’augmentation des D-dimères (et FDP) sont : une CIVD, une thrombose, un sepsis (+ autres pathologies inflammatoires sévères), et une hémorragie interne.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec), plasma (EDTA ou hépariné)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
IgG < 200 : Déficit très sévère de transfert d’immunité passive.
IgG entre 200 et 400 : Déficit sévère de transfert d’immunité passive.
IgG entre 400 et 800 : Déficit partiel de transfert d’immunité passive.
IgG > 800 : Transfert d’immunité passive satisfaisant.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Cheval au pré ou nourri avec une petite quantité de foin peu riche en sucres (trempé), n’ayant pas reçu de concentrés dans les 4-6 heures précédentes. Éviter le stress (transport, changement alimentaire …), la douleur (fourbure).
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48h – réfrigéré

Interprétation :
– Hyperinsulinémie basale : critère spécifique pour diagnostiquer un dérèglement de l’insuline mais peu sensible.
– Insulinémie basale normale malgré une clinique de SME : tests dynamiques indiqués (glucose oral voire injection IV de glucose/ insuline).
– SME et Cushing : si une maladie de Cushing est confirmée, le traitement du DPIH est prioritaire car il peut permettre à lui seul de réguler la sécrétion d’insuline.

Conditions de prélèvement :
– Avec une brosse à dents à poils souples (neuve et dans un emballage unique), brosser énergiquement la zone atteinte (en périphérie) pendant 2-3 minutes jusqu’à remplir la brosse à dents avec les poils de l’animal. Envoyer la brosse à dents dans son sachet.
Ou
– Raclage à l’aide d’un scalpel mousse en périphérie de la zone atteinte et envoyer les poils/squames dans un tube sec, flacon ou sachet.
Ou
– Arracher des groupes de poils en périphérie de la zone atteinte (ex. pince hémostatique) et les envoyer dans un tube sec, flacon ou sachet. Cette dernière technique semble moins efficace.
La lésion à prélever est désinfectée à l’alcool à 70° (éponge inhibée pendant 30 secondes), l’alcool élimine la majorité des contaminants sans nuire aux dermatophytes.

Interprétation :
Le trichogramme (examen direct des poils, croûtes, squames) permet d’identifier les dermatophytes et les ectoparasites de surface. Cet examen, peu sensible, ne permet pas d’exclure une dermatophytose s’il est négatif.
Une culture fongique (voire une PCR) est alors recommandée : en général, une incubation contrôlée à 27-30 °C permet d’obtenir une réponse dans un délai de moins de deux semaines. L’identification des fongi est principalement réalisée par spectromètre de masse MALDI-TOF au laboratoire VETODIAG.
La biopsie cutanée peut aussi constituer un examen complémentaire utile pour orienter un diagnostic différentiel de dermatophytie. Cette biopsie est réalisée à l’aide d’un trépan à biopsie (type biopsy punch de diamètre 6 mm) au centre de la lésion.

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48 à 72h – réfrigéré

Interprétation :
– Jument :
> 150 pmol/L : oestrus ; > 300 pmol/L : gestation de plus de 5 mois
– Etalon :
Entre 80 et 150 pmol/l (hongre : < 100 pmol/l)

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48 à 72h – réfrigéré

Interprétation :
La PMSG (Pregnant Mare Serum Gonadotrophin) ou eCG (Equine Chorionic Gonadotrophin) est une hormone secrétée par les cupules endométriales de la jument pendant la première moitié de la gestation. Elle est présente dans le sang à partir du 40ème jour, atteint un pic autour de 60 jours, puis diminue pour disparaitre vers 100-150 jours.
– PMSG < 0.25 UI/mL : absence de gestation (faux négatifs possible si échantillons < 45 ou > 90 jours)
– 0.25 < PMSG < 1 UI/mL : douteux (refaire un dosage autour de 60 jours de gestation après la date de saillie)
– PMSG > 1 UI/mL : début de gestation (faux positifs possibles en cas de mortalité embryonnaire)
Etant donné que la PMSG ne donne aucune indication sur la viabilité foetale, un dosage de l’oestradiol est recommandé après 100 jours de gestation.
La technique utilisée ne permet pas de doser la PMSG chez l’ânesse.

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – réfrigéré

Interprétation :
Le dosage de la progestérone permet avant tout d’écarter une gestation de moins de 5 mois :
– < 1.5 ng/mL entre 20 jours et 150 jours post saillie : exclusion d’un début de gestation (< 5 mois)
– > 4 ng/mL : compatible avec une gestation ou un corps jaune sécrétant (pic ou une mortalité embryonnaire
– > 9 ng/mL : en faveur d’une gestation entre 5 semaines et 5 mois (faux-négatifs et faux-positifs possibles); le pic de progestérone en phase dioestrale d’une jument cyclée atteint parfois 10-12 ng/mL

Conditions de prélèvement :
Sang total EDTA ou crins
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48 à 72h – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
– Sain: le cheval ne possède pas de copie défectueuse du gène responsable de la PSSM. Il n’est donc pas malade et ne transmettra pas cette maladie a sa descendance.
– Atteint hétérozygote : le cheval possède une copie normale et une copie défectueuse du gène responsable de la PSSM. Il va développer la PSSM (mutation autosomale dominante) et transmettra ce gène défectueux a la moitié de sa descendance.
– Atteint homozygote : le cheval possède deux copies défectueuses du gène responsable de la PSSM. Il développera la PSSM et transmettra ce gène défectueux a toute sa descendance.

Conditions de prélèvement :
Miction naturelle ou cathétérisme
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48 à 72h – réfrigéré

Interprétation :
Le RPCU permet de quantifier/confirmer une protéinurie visible à la bandelette urinaire. Cette protéinurie peut être d’origine rénale (glomérulaire voire tubulaire) ou hémorragique/inflammatoire (ex. pyélonéphrite, cystite, lithiase, tumeur, etc.).
Le RPCU est donc interprété en fonction de l’examen microscopique de l’urine : un RPCU élevé sans inflammation/hématurie significative sera en faveur d’une atteinte rénale.

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48 à 72h – réfrigéré

Interprétation :
Une augmentation de la SDMA indique une diminution du taux de filtration glomérulaire : atteinte rénale, pré-rénale (ex. déshydratation, choc), ou post-rénale. Il s’agit d’un marqueur plus précoce (plus sensible) que la créatinine.
Chez le cheval également, la SDMA n’est pas influencée par le sexe, l’âge, ou la race. Son intérêt a notamment été démontré dans les atteintes rénales aigues.

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
La concentration des sels biliaires peut augmenter en raison d’une diminution de la masse fonctionnelle hépatique, un shunt vasculaire ou une cholestase. La sévérité et la nature précise de l’atteinte hépatobiliaire ne peuvent être précisées par la seule mesure des sels biliaires : atteinte toxique (ex. alcaloïde pyrrolizidinique, mycotoxines), atteinte infectieuse (ex. parasites, cholangiohépatite ascendante, parvovirus), néoplasie, lipidose hépatique, etc. Une biopsie hépatique est souvent nécessaire pour préciser l’étiologie.
Contrairement à la bilirubine (hyperbilirubinémie non conjuguée), une anorexie prolongée (< 3 jours) n’affecte pas les sels biliaires chez le cheval. Une augmentation post-prandiale n’est pas non plus observée (absence de vésicule biliaire et donc de contraction post-prandiale) ; la mesure des sels biliaires peut être réalisée à n’importe quel moment de la journée.
Les sels biliaires sont plus élevés chez le poulain de moins de 6 semaines.
Note : la fiabilité de ce paramètre est équivalente à l’ammonium, avec le net avantage d’être bien plus stable (l’ammonium doit être mesuré sur un plasma rapidement séparé, non hémolysé, non exposé à l’air, et maintenu à 4°C jusqu’à la mesure (<4 h)).

Conditions de prélèvement :
Plasma citraté avec certaines précautions :
Prélèvement d’une veine de gros calibre (éviter une stase prolongée ou un garrot), utiliser un tube de citrate de sodium 3.8% (1 volume de citrate / 9 volumes de sang), mélanger doucement par retournements (vérifier l’absence de caillot). Centrifuger (15 min à 3000 G), récupérer le plasma dans un tube en plastique (vérifier l’absence d’hémolyse).
Conservation et stabilité : envoi sous 24h à T° ambiante sinon congélation à – 20°C (stable plusieurs semaines)

Interprétation :
Lors d’augmentation isolée du TCA, il est recommandé de répéter le test (sensibilité du facteur VIII à la chaleur lors du transport du plasma).
Une augmentation isolée et significative du TCA (sans biais pré-analytique, persistante et au-delà de 30% des normes) peut être secondaire à un déficit congénital (ex. hémophilie A – facteur VIII, maladie de Willebrand).

Conditions de prélèvement :
Plasma citraté avec certaines précautions :
Prélèvement d’une veine de gros calibre (éviter une stase prolongée ou un garrot), utiliser un tube de citrate de sodium 3.8% (1 volume de citrate / 9 volumes de sang), mélanger doucement par retournements (vérifier l’absence de caillot). Centrifuger (15 min à 3000 G), récupérer le plasma dans un tube en plastique (vérifier l’absence d’hémolyse).
Conservation et stabilité : envoi sous 24h à T° ambiante sinon congélation à – 20°C (stable plusieurs semaines)

Interprétation :
Lors d’augmentation du temps de Quick (avec le TCA), les causes à envisager sont une pathologie hépatique sévère, une CIVD (D-dimères souvent augmentés et plaquettes souvent basses dans ce cas), et une intoxication aux rodenticides.
Un déficit congénital en facteurs de coagulation est aussi possible.

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 48 à 72h – réfrigéré

Interprétation :
La sérum amyloïde A (SAA) est une protéine d’origine hépatique dont le taux sanguin augmente dans les 6 à 12 heures lors d’inflammation systémique. Son pic, parfois très élevé (X 1000), est atteint en 48 heures, et redescend rapidement lorsque l’inflammation est maîtrisée. Le dosage de la SAA permet donc de repérer très précocement un phénomène inflammatoire et d’aider au suivi du traitement.
Les valeurs de référence peuvent varier : elles sont plus élevées chez les poulinières, de la semaine précédant la parturition jusqu’à 1 mois après. On observe également une élévation modérée de la SAA chez les chevaux de course et d’endurance après l’effort, avec un retour à la normale en quelques jours. La vaccination peut aussi faire augmenter la SAA pendant plusieurs jours.
– Chez le cheval adulte, la SAA permet notamment de distinguer les affections respiratoires bactériennes (forte élévation) des affections virales (élévation modérée et aléatoire) ou allergiques (élévation faible ou normale). La SAA permettrait également de distinguer les affections digestives inflammatoires (ex. entérite, péritonite) versus non inflammatoires (ex. obstructives).
– Chez le poulain, un seuil de 100 mg/l a été proposé pour distinguer une pathologie infectieuse versus non infectieuse. Cependant, certaines infections (ex. omphalophlébites ou Rhodococcose), probablement parce qu’elles restent localisées, ne s’accompagnent pas toujours d’une telle élévation.
– Chez la jument poulinière, la SAA permettrait de détecter précocement une placentite, une métrite aiguë ou un pyomètre.
– En cas d’affection articulaire, une élévation de la valeur de la SAA a été proposée pour faire la distinction entre affection non-septique et septique, avec une valeur seuil de 60 mg/l pour les affections septiques.
– La réponse postchirurgicale normale est une augmentation de la SAA, puis une diminution rapide. Une hausse anormalement prolongée peut indiquer la survenue de complications postopératoires. Lors de chirurgie mineure, sans complications, la valeur de la SAA augmente entre 100 et 400 mg/l, avec un pic 3 jours postchirurgie et un retour à la normale 7 jours après environ.

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – réfrigéré

Interprétation :
La testostéronémie basale varie d’heure en heure et selon la saison. Une valeur basale élevée (sans stimulation) est compatible avec la présence de tissu testiculaire (surtout évident durant la période de reproduction). Une valeur basale faible est difficile à interpréter (en particulier en Novembre/Décembre) et nécessite souvent une 2ème mesure de la testostéronémie après stimulation à l’hCG (1-2h après ou idéalement 24-48h après | Chorulon MSD, IM, 25 UI/kg, Max : 15000 UI/cheval).
– Cheval mâle :
Valeur après stimulation comprise entre 25 et 40 nmol/L : normal ou cryptorchide (cortisolémie basale et post-stimulation souvent plus faible chez les cryptorchides)
Valeur après stimulation < 23 nmol/L : hypogonadisme
Valeur après stimulation > 40 nmol/L : hypertestostéronémie
– Hongre :
Valeur < 1 nmol/L et pas de réponse à la stimulation hCG
– Jument :
Valeur < 1 nmol/L

Conditions de prélèvement :
Plasma hépariné ou sérum (tube sec) rapidement séparé
Conservation et stabilité : envoi sous 24h si possible réfrigéré sinon congélation à – 20°C (stable plusieurs jours/semaines)

Interprétation :
La troponine I est un biomarqueur cardiaque lésionnel qui peut être utile dans les lésions du myocarde, notamment lors de myocardite aiguë d’origine virale (ex. influenza, morbillivirus), bactérienne (ex. secondaire à une infection streptococcique chez l’adulte) ou toxique (intoxication par les ionophores).
Des augmentations des taux sériques de la troponine I cardiaque ont aussi été démontrées chez des chevaux sains après un effort physique intense et chez des poulains souffrant de septicémie.

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