Remarques générales :
Les prélèvements liquides (ex. lavage, épanchement) et solides (ex. biopsies) peuvent être placés dans un pot stérile ou un tube sec (avec un fond de saline stérile pour les prélèvements solides). Ils sont maintenus réfrigérés jusqu’à l’envoi sous 24-48h.
Les écouvillons peuvent être laissés à T° ambiante et acheminés au laboratoire sous 3-5 jours. Il est préférable d’utiliser des écouvillons associés à des milieux de transport (type Amies ou Stuart). Ils sont fournis par le laboratoire VETODIAG.

Note : Il est également possible de verser un prélèvement liquide (ex. Lavage bronchoalvéolaire, épanchement) dans le milieu de transport d’un écouvillon, ou de tremper l’écouvillon dans l’échantillon, afin d’assurer une bonne conservation du prélèvement.

Si l’animal est sous antibiotique(s), un arrêt du traitement minimum 48h avant le prélèvement (idéalement 8 jours) est recommandé.

Prélèvement cutané et auriculaire :
La désinfection de la surface cutanée sur le site de prélèvement est déconseillée car elle détruit les germes pathogènes autant que les contaminants (un flushage à la saline stérile peut-être réalisé si la zone semble particulièrement souillée).

– Vésicules : aspiration du liquide vésiculaire déposé dans un tube sec et placé à 4°C jusqu’à l’envoi
– Ulcérations : grattage/écouvillon au fond de l’ulcère (en soulevant éventuellement les croûtes et autres débris de surface).
– Pustules : ouverture au scalpel stérile et grattage/écouvillon des parois
– Lésions auriculaires : écouvillonnage profond après avoir enlevé le cérumen superficiel
– Lésions cutanées profondes : il est recommandé de soumettre une biopsie dermique (excision de l’épiderme superficiel source de contamination). Elle sera placée dans un tube sec ou un pot stérile avec un fond de saline stérile.

Collections purulentes :
Lorsqu’un abcès est présent, il est préférable, après débridement chirurgical, de prélever un morceau de la paroi de l’abcès ou d’écouvillonner les parois.
Les collections purulentes de grandes cavités peuvent être aspirées (après préparation aseptique du site de ponction) et déposés dans un tube sec placé à 4°C jusqu’à l’envoi.

Prélèvement respiratoire :
Les lavages bronchoalvéolaires sous fibroscopie ou par voie transtrachéale permettent le diagnostic bactériologique (ou mycologique) des infections pulmonaires en veillant à éviter une contamination par la flore oropharyngée.

Prélèvement sinusal :
Seuls les prélèvements effectués par lavage des sinus ou des cornets nasaux, ou par biopsie, peuvent permettre d’isoler le germe pathogène.
Les écouvillonnages des fosses nasales ne permettent généralement pas d’isoler le germe responsable (et flore contaminante).

Prélèvement intestinal :
Les affections intestinales d’origine bactérienne sont rares chez les carnivores, peu décrites et souvent controversées.
On recueille une noisette de selles dans un pot propre stérile ou non stérile, conservé à 4 °C et transporté rapidement.

Prélèvement oculaire :
Un raclage doux de la conjonctive et de la cornée en évitant les contaminations de la flore cutanée palpébrale permet de recueillir les sécrétions purulentes et d’isoler les germes responsables de conjonctivites et de kératites microbiennes.

Prélèvement urinaire :
Les urines doivent être recueillies de façon stérile soit par cystocentèse, soit par cathétérisme et conservées immédiatement à 4°C jusqu’à l’envoi.
Les urines prélevées par palpation-pression et élimination des premiers jets seront probablement contaminées par la flore urétrale ou vaginale.

Prélèvement ostéoarticulaire :
Une biopsie osseuse ou une ponction de liquide articulaire permet de réaliser une culture bactérienne. L’écouvillonnage d’un trajet fistuleux peut aussi être réalisé.

Septicémie :
La réalisation d’hémocultures doit être envisagée dans les cas suivants chez les carnivores : endocardite, discospondylite et hyperthermie prolongée inexpliquée. Au moins trois prélèvements (flacons d’hémoculture fournis par le laboratoire) sur 48 h, si possible au moment des pics d’hyperthermie, sont réalisés.

Conditions de prélèvement :
– Avec une brosse à dents à poils souples (neuve et dans un emballage unique), brosser énergiquement la zone atteinte (en périphérie) pendant 2-3 minutes jusqu’à remplir la brosse à dents avec les poils de l’animal. Envoyer la brosse à dents dans son sachet.
Ou
– Raclage à l’aide d’un scalpel mousse en périphérie de la zone atteinte et envoyer les poils/squames dans un tube sec, flacon ou sachet.
Ou
– Arracher des groupes de poils en périphérie de la zone atteinte (ex. pince hémostatique) et les envoyer dans un tube sec, flacon ou sachet. Cette dernière technique semble moins efficace.
La lésion à prélever est désinfectée à l’alcool à 70° (éponge inhibée pendant 30 secondes), l’alcool élimine la majorité des contaminants sans nuire aux dermatophytes.
Le prélèvement peut éventuellement être réalisé sous la lumière de Wood pour les teignes à Microsporum canis (mise en évidence que dans environ 50 % de cas).

Interprétation :
Le trichogramme (examen direct des poils, croûtes, squames) permet d’identifier les dermatophytes et les ectoparasites de surface. Cet examen, peu sensible, ne permet pas d’exclure une dermatophytose s’il est négatif.
Une culture fongique (voire une PCR) est alors recommandée : en général, une incubation contrôlée à 27-30 °C permet d’obtenir une réponse dans un délai de moins de deux semaines. L’identification des fongi est principalement réalisée par spectromètre de masse MALDI-TOF au laboratoire VETODIAG.
La biopsie cutanée peut aussi constituer un examen complémentaire utile pour orienter un diagnostic différentiel de dermatophytie. Cette biopsie est réalisée à l’aide d’un trépan à biopsie (type biopsy punch de diamètre 6 mm) au centre de la lésion.

Conditions de prélèvement :
Quantité minimale de 2 à 5 g (10 g pour la technique de Baermann) de selles fraîches et non souillées, récoltées idéalement en intra-rectal ou immédiatement après la défécation, et si possible 3 prélèvements sur 3 jours consécutifs. Les selles peuvent être conservées plusieurs jours dans un pot propre, à l’obscurité et au frais (+ 4 °C).

Interprétation :
Un résultat négatif ne permet pas d’exclure une parasitose (ex. excrétion intermittente, parasite peu prolifique ou période pré-patente longue).
Face à un résultat positif, un traitement est à mettre en place et ce quel que soit le nombre d’éléments parasitaires observés car il n’existe aucun lien entre la charge parasitaire fécale et l’intensité de la maladie. Lors de charge importante, on peut bien sûr conclure à un parasitisme élevé, mais l’inverse n’est pas forcément vrai.
Le cas de la coccidiose peut faire exception. En effet, la mise en évidence d’ookystes de coccidies chez l’adulte non immunodéprimé n’étant pas anormal, elle ne conduira pas systématiquement à une thérapie.
La sensibilité de la coproscopie n’est pas suffisante pour la recherche de Giardia sp., Cryptosporidium sp. et Tritrichomonas sp. (chat), un test PCR ou antigénique est alors recommandé pour compléter l’examen microscopique.

Revue des principaux parasites identifiés par coproscopie chez le chien et le chat
Source : PratiqueVet (2011) 46 : 33-37

Conditions de prélèvement :
Sang total, épanchement, LCR, humeur aqueuse (tube EDTA)
Biopsies non formolées placées dans un tube sec ou dans un pot (rein, foie, poumon, NL mésentérique, etc.)
Selles (écouvillon sec rectal ou pot)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – réfrigéré

Interprétation :
Si un épanchement est présent, une PCR sur le liquide peut être réalisée (sensibilité de 80% et spécificité de 90-100%). En pratique, une charge virale forte dans l’épanchement, associée à l’ensemble des éléments cliniques et biologiques, permet de conclure à une PIF.
Avec une présentation neurologique ou oculaire, une PCR peut aussi être réalisée sur le LCR ou l’humeur aqueuse (sensibilité moyenne et spécificité > 95%). La PCR dans le sang, la rate, les noeuds lymphatiques et la moelle osseuse peut être positive chez des chats sains (charges souvent faibles dans ce cas).
En cas de doute sur l’interprétation d’un résultat positif, il peut être intéressant de réaliser en parallèle une PCR quantitative sur écouvillon rectal. Les animaux malades n’excrétant que peu ou pas de virus, une charge rectale faible ou un résultat négatif associé à la présence de virus dans un épanchement, du LCS ou même du sang constitue un critère diagnostique supplémentaire. Inversement, une charge rectale élevée doit conduire à reconsidérer l’hypothèse de PIF.
Le diagnostic de certitude reste histopathologique (immunohistochimie).

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
Une sérologie coronavirus négative rend l’hypothèse d’une PIF peu probable (10% de faux négatif notamment chez des chats avec une forme humide avancée), en revanche, un titrage sérologique élevé (ex. 1/1600 et au-delà) sera très suggestif de la maladie si la suspicion clinique est forte. Une valeur sérologique intermédiaire ne permettra pas de conclure.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
Ehrlichia canis et Anaplasma phagocytophilum :
Les anticorps sont détectables 8 jours après l’exposition initiale et 2 à 5 jours après l’apparition des morulas en circulation.
Un test négatif ne peut pas exclure une infection, en particulier dans sa phase débutante (1 ère semaine), mais aussi lors de phase chronique évoluée. Un test positif signe une exposition à l’infection qui peut être ancienne, même avec un titre élevé. Un titre en anticorps multiplié par 4 entre 2 sérums prélevés à 1 ou 2 semaines d’intervalle suggère une infection active.
Des réactions croisées sont possibles entre A. phagocytophilum et A. platys, agent de la thrombopénie cyclique infectieuse canine, et dans une moindre mesure entre A. phagocytophilum et E. canis.

Conditions de prélèvement :
Sang total, plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 24 à 48h à T° ambiante, 7 jours si réfrigéré

Interprétation :
Ce test met en évidence l’antigène p27 en circulation (protéine de la nucléocapside virale) : détection hautement sensible et spécifique de l’antigénémie (qui s’installe dans les 30 jours suivant l’exposition chez la plupart des animaux), mais peut être négatif en cas d’infection régressive sans réplication virale. Il n’y a pas d’interférence avec la vaccination sauf si le prélèvement est fait immédiatement après l’injection.
Un résultat antigénique positif, chez un animal asymptomatique ou présentant peu de risque d’avoir été infecté, doit être confirmé ultérieurement (la diminution de la prévalence du FeLV augmente le risque de faux-positif) par la réalisation d’une PCR ou d’un second test antigénique (technique différente si possible). Compte tenu de la possibilité d’infection régressive, un contrôle de l’antigénémie est aussi à prévoir quelques mois après le premier test positif.
Si une exposition récente ne peut être exclue, un résultat négatif doit être confirmé par un test de contrôle minimum 30 jours après le test initial (ou une PCR plus précocement).

Conditions de prélèvement :
Sang total, plasma hépariné ou sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : 24 à 48h à T° ambiante, 7 jours si réfrigéré

Interprétation :
Ce test met en évidence les anticorps dirigés contre des protéines virales, avec une très haute sensibilité et spécificité, malgré un risque de faux-négatifs en phase aiguë d’infection (anticorps produits dans les 60 jours post-infection pour la grande majorité des chats).
Si le résultat est positif, chez un animal asymptomatique ou qui a peu de risques d’avoir été exposé, il est recommandé de le confirmer ultérieurement par la réalisation d’une PCR ou d’un second test sérologique (technique différente si possible).
Chez un chaton, compte tenu de la présence d’anticorps maternels, des faux-positifs sont possibles pendant les 4 voire les 6 premiers mois. La PCR peut alors être utilisée pour préciser le statut de l’animal. Un résultat négatif est généralement fiable compte tenu de la faible prévalence de l’infection et de l’excellente sensibilité des tests. Toutefois, si une exposition récente au virus est suspectée, il est conseillé de répéter le test 60 jours plus tard (délai d’apparition des anticorps), ou éventuellement d’utiliser la PCR.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
Diagnostic de la Leishmaniose :
– Titrage supérieur au seuil (d’au moins deux dilutions) : résultat positif traduisant une forte réponse immunitaire et confirmant le diagnostic
– Titrage égal ou proche du seuil (par ex. supérieur d’une dilution) : résultat douteux traduisant une situation potentiellement en évolution
– Titrage en-dessous du seuil : résultat négatif ou taux faible d’anticorps traduisant une situation stable (infection contrôlée). Une infection précoce n’est toutefois pas exclue.
Une cytologie (myélogramme, adénogramme voire lésion cutanée) ou une PCR (mêmes prélèvements) peuvent aussi être réalisées.

Suivi de la Leishmaniose :
– L’augmentation d’au moins deux dilutions du titrage en anticorps peut traduire une rechute ou une évolution péjorative de la maladie
– Le maintien du titrage au cours du temps (même après un traitement spécifique) n’a pas de signification particulière
– La diminution du titrage, le plus souvent associée à une amélioration clinique et une restauration progressive éventuelle des modifications biologiques, est plutôt de bon pronostic.
La cytologie et la PCR peuvent aussi être utiles pour détecter une rechute.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
Les IgM (immunochromatographie) augmentent dès la 1ère semaine avec un pic à 2-3 semaines post-infection. Leur détection peut refléter une infection récente/active ou une interférence avec les IgM vaccinales (jusqu’à 2 mois après la vaccination). Le MAT permet aussi, moins spécifiquement, de détecter les IgM en même temps que les IgG.
Les IgG (ELISA ou MAT) ne sont pas détectables avant 3-4 semaines post-infection et peuvent refléter une infection chronique (datant de plusieurs mois voire plus d’un an) ou une interférence avec les IgG vaccinales (jusqu’à 4-6 mois après la vaccination).

Interprétation selon le statut vaccinal d’un chien suspecté de leptospirose :
– Animaux vaccinés depuis moins de 2 mois : une interférence vaccinale est possible quel que soit le test sérologique utilisé et un résultat positif pour les IgM ou les IgG (ELISA) ne permet pas de confirmer avec certitude une leptospirose. Une PCR (urines et sang) couplée au MAT est recommandée.
– Animaux vaccinés depuis plus de 2 mois mais moins de 6 mois : un résultat positif pour les IgM confirme une leptospirose. Un résultat positif pour les IgG peut refléter une interférence vaccinale jusqu’à 6 mois. En cas de résultat négatif pour les IgM et les IgG (ELISA), une PCR (urines et sang) couplée au MAT est recommandée.
– Animaux vaccinés depuis plus de 6 mois ou non vaccinés : un résultat positif pour les IgM confirme une leptospirose. Un résultat positif pour les IgG (ELISA) est également en faveur d’une leptospirose (chronique). En cas de résultat négatif pour les IgM et les IgG (ELISA), une PCR (urines et sang) couplée au MAT est recommandée.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
L’espèce pathogène Leptospira interrogans est divisée en plus de 260 sérovars, eux-mêmes regroupés en plus de 25 sérogroupes.
Le test d’Agglutination Microscopique (M.A.T.), réalisé avec des souches vivantes, permet une appréciation qualitative et quantitative de la réponse sérologique (détection des IgG et des IgM).
La plus haute dilution de sérum montrant encore une réaction d’agglutination avec 50% des leptospires correspond au titre rapporté dans les résultats.
Les souches employées représentent les sérogroupes estimés dominants épidémiologiquement en France.
Il est recommandé d’attendre 2-4 semaines après l’infection pour réaliser le test sérologique (risque de faux négatifs si le test est trop précoce). Un titre élevé (ex. > 1/800) est compatible avec une infection naturelle, et la spécificité augmente (70-100%) avec un titre très élevé (> 1/1600).
La mise en évidence d’une séroconversion lors d’un suivi sérologique (ex. titre multiplié par 4 deux semaines plus tard) est aussi très suggestive d’une infection récente.
On considère habituellement que le sérovar infectant correspond à celui ayant le titre le plus élevé.
Les titres sérologiques après une vaccination récente sont généralement plus faibles (néanmoins difficiles à distinguer d’une exposition/infection chronique) et tendent à se négativer après 4-6 mois (après 1 an pour une infection naturelle).

Liste des sérogroupes et sérovars testés :
AUSTRALIS : Australis (AUS), Bratislava (BRAT), Munchen (MUN); AUTUMNALIS : Autumnalis (Akiyami A) (AKI), Bim (BIM); BALLUM : Castellonis (BAL); BATAVIAE : Bataviae (BAT); CANICOLA : Canicola (CAN); GRIPPOTYPHOSA : Grippotyphosa (GRIP), Vanderhoedoni (VAN); ICTEROAEMORRHAGIAE : Copenhageni (COP), Icterohaemorrhagiae (IH); PANAMA : Mangus (MAN), Panama (PAN); POMONA : Mozdock (MOZ), Pomona (POM); PYROGENES : Pyrogenes (PYR); SEJROE : Hardjo (HJ), Saxkoebing (SAX), Sejroe (SJ), Wolffi (WOLF); TARASSOVI : Tarassovi (TAR).

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
Des faux-négatifs sont possibles chez les très jeunes animaux ou en tout début d’infection, les résultats positifs ne traduisant que la réaction (éventuellement ancienne) de l’organisme au pathogène.
En phase aiguë de l’infection (parasitémie souvent synchrone de l’hyperthermie), un examen de frottis sanguin et une PCR peuvent être réalisés.

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
L’augmentation des IgG survient généralement à partir de la deuxième semaine post-infection, mais prend parfois jusqu’à 6 semaines. Après le début de la production des IgG, le pic est atteint en 2 ou 3 semaines, ce qui laisse une petite fenêtre pour documenter une séroconversion significative entre deux analyses (infection active).
Les titres élevés peuvent persister pendant plusieurs années, ce résultat indique juste la présence de T. gondii dans l’organisme, mais pas nécessairement une infection active.
La présence d’anticorps ne signe pas la maladie mais le contact de l’animal avec le parasite.
La PCR peut aussi être réalisée au sein d’un prélèvement choisi en fonction de la forme clinique suspectée (humeur aqueuse, LCR, lavage broncho-alvéolaire, cytoponctions, biopsies pulmonaires/hépatiques, etc.).

Conditions de prélèvement :
Sérum (tube sec)
Conservation et stabilité (si envoi différé) : plusieurs jours – T° ambiante ou réfrigéré

Interprétation :
L’augmentation des IgG survient généralement à partir de la deuxième semaine post-infection, mais prend parfois jusqu’à 6 semaines. Après le début de la production des IgG, le pic est atteint en 2 ou 3 semaines, ce qui laisse une petite fenêtre pour documenter une séroconversion significative entre deux analyses (infection active).
Les titres élevés peuvent persister pendant plusieurs années, ce résultat indique juste la présence de T. gondii dans l’organisme, mais pas nécessairement une infection active.
La présence d’anticorps ne signe pas la maladie mais le contact de l’animal avec le parasite.
La PCR peut aussi être réalisée au sein d’un prélèvement choisi en fonction de la forme clinique suspectée (humeur aqueuse, LCR, lavage broncho-alvéolaire, cytoponctions, biopsies pulmonaires/hépatiques, etc.).
La coproscopie est peu utile (aléatoire et souvent négative mais la sensibilité est nettement améliorée par une recherche PCR dans les selles).

Cas particulier du chat :
Des enquêtes de séroprévalence indiquent qu’une forte proportion de chats sont positifs et qu’elle augmente avec l’âge et le mode de vie (accès à l’extérieur).
Quel que soit le résultat sérologique, il est nécessaire de considérer le chat comme potentiellement dangereux pour la femme enceinte (même s’il ne représente pas, au moins en France, la source majeure de contamination). Une sérologie négative indiquera probablement une absence d’immunité protectrice du chat (avec risque d’infection et d’excrétion d’ookystes). Une sérologie positive indique le plus souvent une immunité efficace chez le chat. Toutefois, cette immunité peut aussi être faillible (surtout si infection récente avec excrétion d’ookystes, jeune chat primo-infecté, comorbidités, immunodéficience, etc.).